極限環境微生物による硫化物とメタンの同時酸化

Nature Communications volume 14、記事番号: 2974 (2023) この記事を引用

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27 オルトメトリック

メトリクスの詳細

硫化水素 (H2S) とメタン (CH4) は、無酸素環境で硫酸塩の還元と有機物の分解によって生成されます。どちらのガスも酸素ゾーンへと上向きに拡散し、そこで好気性メタノトローフがこの強力な温室効果ガスを酸化することによって CH4 の排出を軽減します。無数の環境のメタノトローフは有毒なH2Sに遭遇しますが、それらがどのように影響を受けるかは事実上不明です。ここでは、広範なケモスタット培養を通じて、単一の微生物が同じ速度で同時に CH4 と H2S を酸化できることを示します。 H2S を元素状硫黄に酸化することにより、好熱性メタノトローフ Mmethylacidiphilum fumariolicum SolV は、メタノトローフィーに対する H2S の阻害効果を軽減します。 SolV 株は、硫化物非感受性 ba3 型末端オキシダーゼを発現することで H2S の増加に適応し、H2S を唯一のエネルギー源として使用する化学合成独立栄養株として増殖します。ゲノム調査により、多数のメタノトローフ生物で推定上の硫化物酸化酵素が存在することが明らかになった。これは、H2S酸化がこれまで考えられていたよりもメタノトローフ生物ではるかに広範囲にわたっており、炭素と硫黄のサイクルを新しい方法で結び付けることを可能にしていることを示唆している。

硫化水素 (H2S) は硫黄 (S) の最も還元された形態であり、強力なエネルギー源、硫黄源、有毒物質、シグナル伝達分子です1、2、3。これは膜を通って容易に拡散し、シトクロム C オキシダーゼに結合することで好気呼吸などのさまざまなプロセスを阻害する弱酸です。さらに、銅および鉄含有酵素を使用する他の代謝プロセスは、H2S1、4、5、6 によって著しく阻害されます。したがって、硫化物が豊富な環境に生息する微生物には、H2S を解毒するための適切な機構が必要です7,8。湿地、海洋堆積物、土壌、下水処理場、湖、水田、埋め立て地、酸性地熱環境などの無数の環境では、硫酸塩 (SO42-) の還元、有機物の無機化、熱化学によって H2S が生成されます8。 9、10、11、12、13、14、15、16、17、18。

酸素が枯渇した生態系では、硫酸塩が枯渇すると、有機物は最終的にメタン (CH4) に変換されます9、12、13、19、20、21。 H2S と CH4 の両方が上層の酸素ゾーンに拡散すると、好気性メタン酸化細菌によって CH4 がエネルギー源として利用され、この強力な温室効果ガスのほとんどの排出が軽減されると考えられています 22。この効果的なメタンバイオフィルターにもかかわらず、年間 548 ～ 736 Tg の CH4 がさまざまな自然発生源および人為起源の発生源から大気中に放出されています 23,24。好気性メタノトローフ菌は、遍在性のアルファおよびガンマプロテオバクテリア 16,25,26、放線菌 27、ヴェルコミクロビア門の極限好性メチルアシジフィラス科 28,29,30,31 など、さまざまな細菌のクラスおよびファミリーの一部です。後者は好酸性細菌であり、低い最適 pH (2.0 〜 3.5) を共有し、35 〜 60 °C で生存します 26,31,32。既知の疣贅微生物のメタノトローフはすべて、噴気孔や泥壺などの地熱生息地から分離されており、そこからは主に熱生成性の CH4 と H2S が大量に放出されます 16、28、33、34、35。地熱環境は通常、H2S 排出量が多いという特徴があるため、これらの生態系から分離されたイボ微生物のメタノトローフ生物は、メタノトローフ生物が H2S によってどのような影響を受けるかを研究するための優れた例となります。

メタノトローフは代謝的に多用途であり、H2、プロパン、エタン、酢酸、アセトン、2-プロパノール、アセトールなどの環境に関連したエネルギー源を使用できることがますます明らかになりつつあります16、36、37、38。さまざまなエネルギー源を利用できることは、ガス排出量の変動が激しい環境において非常に有益です。最近、イボ微生物のメタノトローフであるメチルアシディフィラム・フマリオリカム SolV の純粋培養物がメタンチオール (CH3SH) を消費し、同時に準化学量論的 H2S 形成を行うことが証明され、SolV 株が有毒な H2S39 を部分的に代謝したことが示されました。その後、エレガントな研究により、プロテオバクテリアのメタノトローフ菌も H2S40 を酸化できることが実証されました。著者らは、チオ硫酸塩 (S2O32-)、四チオン酸塩 (S4O62-)、元素硫黄 (S0)、およびさまざまな炭素化合物で生育できる多用途のアルファプロテオバクテリウム「メチロビルグラチオボランス」株 HY1 を韓国の泥炭地から単離しました。しかし、CH4 を唯一のエネルギー源として増殖させた HY1 株細胞は H2S を酸化できず、H2S 酸化はチオ硫酸塩の存在下で増殖させた細胞でのみ開始および観察されました。さらに、H2S での増殖は研究されていません。最近の観察を考慮すると、環境に関連するガスである CH4 と H2S を同時に酸化できる微生物が存在するかどうか、メタノトローフ生物が H2S にどのように対処するか、またそのようなメタノトローフ生物がエネルギーを節約し、エネルギー源として H2S を使用してバイオマスを生産できるかどうかを調査することが最も重要です。

ここでは、大規模なケモスタット培養を通じて、微生物が CH4 と H2S を同時に酸化できることを初めて示しました。 M. fumariolicum SolV は、H2S 濃度が上昇すると阻害されますが、H2S は、CH4 酸化に対する H2S の阻害効果を軽減する解毒機構として急速に元素硫黄 (S0) に酸化されます。 SolV 株は、III 型スルフィド:キノン酸化還元酵素 (SQR) および H2S 非感受性 ba3 型シトクロム c オキシダーゼの上方制御により H2S に適応し、H2S から O2 への電子伝達経路を形成します。さらに、SolV 株には、H2S を唯一のエネルギー源として使用して 13CO2 が組み込まれています。私たちは、イボ微生物のメタノトローフ生物の H2S 酸化能力が、硫黄に富んだ酸性地熱生態系での繁栄に不可欠であると提案します。さらに、さまざまな環境の多数のプロテオバクテリアのメタノトローフで SQR を発見しました。酸素が制限された無数の生態系で CH4 と H2S が共存していることを考えると、H2S の酸化は多くの好気性メタノトローフ生物に存在する特性である可能性があります。

いぼ微生物のメタノトローフ生物のゲノム中に推定上のスルフィド:キノン酸化還元酵素（SQR）をコードする遺伝子が検出されたことは、メタノトローフ生物が酸化してH2S16に適応できるかどうかを調査するきっかけとなった。したがって、好熱性好気性メタノトローフであるメチルアシジフィラム・フマリオリカム SolV（希釈率（D）0.016 h-1 でケモスタットとして実行）の連続培養は、エネルギー源として CH4、炭素源として CO2 を使用して維持されました（非適応細胞;図 1）。 1a)、最大 39 μmol CH4 min-1 · g DW-1 の負荷まで (表 1)。比較のために、細胞をH2S負荷の増加に適応させるために、別の連続培養システム（同一のCH4負荷）が設計されました（補足図1）。このケモスタット内で増殖する細胞は、最大 42 μmol H2S · min-1 · g DW-1 と 38 μmol CH4 · min-1 · g の同時負荷まで、H2S と CH4 を同時に酸化しました（硫化物適応細胞；図 1b）。 DW-1 (表 1)、ガス出口の H2S 濃度は 2 nmol・L-1 未満のままでした。非適応細胞と硫化物適応細胞の定常状態の連続培養は、多くの世代にわたって維持できました（図1a、b）。数週間の成長にわたる元素硫黄（S0）の蓄積は、黄色の沈殿物（不規則な微細粒子）の量が増加し、ケモスタットの金属部分と壁に付着することから明らかでした（補足図2）。 H2S を使用して数週間運転した後、純度 99% 以上の硫黄であることが確認され、その量はこの期間中に変換された硫化物の少なくとも 80% を占める可能性があります。顕微鏡検査では、細菌細胞とは対照的に、液体中の硫黄粒子はごく微量しか観察できませんでした。化学的硫化物の酸化を最小限に抑えるために、非適応培養物と硫化物適応培養物の両方を低溶存酸素濃度 (空気飽和度 1%) で操作しました。低い O2 濃度は、以前に観察されたようにヒドロゲナーゼ活性の発現ももたらしました 41。細胞を使用しないメンブレンインレット質量分析法（MIMS）実験における対照インキュベーションでは、マイクロモル範囲の濃度で硫化物の酸化が無視できる程度であることが示されました。

a メタンを酸化する連続培養。 b 高濃度の CH4 と H2S を同時に酸化する連続培養。 c H2S を唯一のエネルギー源として 13C バイオマスの増加を示す流加培養。データは平均値 ± 標準偏差として表示されます (n = 3 回の技術的反復)。ソースデータはソースデータファイルとして提供されます。

いぼ微生物のメタノトローフは CO2 固定のためのカルビン-ベンソン-バッシャム回路を有しており 42、H2S をエネルギー源として CO2 上でケモリト独立栄養生物として成長できるかどうかという疑問が生じている。したがって、流加反応器にデュアル H2S-CH4 ケモスタットの希釈培養物 (OD600 = 0.05) を接種し、H2S と 13CO2 を唯一のエネルギー源と炭素源として補充し、CH4 の供給を遮断しました。時間の経過とともに、M. fumariolicum SolV 細胞のバイオマスは、バイオマスに 13CO2 を取り込むことによって炭素 13 が豊富になりました（図 1c）。 H2S 負荷が増加すると、それに応じて 13C バイオマスの割合が増加しました。 13Cバイオマスの増加には乾燥重量の増加が伴うため、成長は明らかでした（補足図3）。反応器のガス入口と出口の H2S を定量することにより、インキュベーション期間全体を通じて約 98 ～ 100% の H2S 変換効率が測定されました。

H2S 消費率と M. fumariolicum SolV 細胞に対する H2S の阻害効果は、膜入口質量分析計 (MIMS) に接続された液体で満たされたチャンバー内で測定されました。MIMS により、複数のガスをリアルタイムで同時に定量化できます。センサースポットで計測しました。非適応細胞の最大 CH4 変換率 200 ± 11 μmol CH4 · min-1 · g DW-1 は、付随する O2 消費速度 302 ± 9 μmol O2 · min-1 · g DW-1 で測定されました (表1)。比較すると、硫化物適応細胞では、最大 CH4 変換率とそれに伴う O2 消費率がそれぞれ 33% と 30% 低いことが測定されました。同様に、硫化物に適応した細胞の最大メタノール呼吸速度は、非適応細胞で測定されたものよりも 32% 低かった (表 1)。 1 mol CH4 の活性化に必要な 1 mol O2 を考慮すると、非適応細胞と硫化物適応細胞の最大 CH4 呼吸速度は、最大メタノール呼吸速度と比較して約 3 倍低く (表 1)、律速段階としてのメタンからメタノールへの変換。さらに、おそらく連続培養中の dO2 濃度が低いため、非適応細胞と硫化物適応細胞は高いヒドロゲナーゼ活性を発現し (表 1)、測定された H2:O2 消費比は予想どおり ~1:0.35 でした 32。 42. CH4 およびメタノール呼吸の場合と同様、硫化物適応細胞の最大 H2 呼吸速度は、非適応細胞の最大 H2 呼吸速度よりも低かった (表 1)。したがって、硫化物に適応した細胞における H2S 酸化能力の増加は、CH4、メタノール、および H2 変換能力を犠牲にして得られます。

ケモスタット内の硫化物適応細胞は、H2Sを低非阻害濃度まで酸化しました（図1b）。これは、非適応細胞（および硫化物適応細胞）のCH4酸化能力がH2S濃度の影響を受けるため必要です。 1μMという低さです。 CH4の酸化は、2μM、4〜5μM、10μMのH2Sの存在下でそれぞれ約25％、70〜85％、95％阻害されました（図2）。 H2S が消費されるか、短期間のインキュベーションから排出されると、CH4 変換と CO2 生成が以前の速度で直ちに再開されるため、CH4 変換の阻害は可逆的であると考えられます。 10 ～ 20 μM H2S による長時間 (2 時間) の阻害の後、CH4 変換率は 25 ～ 35% 低下しました。このような長期間の H2S 曝露後はメタノール (CH3OH) 変換も損なわれるため、これらの低い速度が pMMO の阻害の結果であるのか、それとも呼吸鎖の他の部分によるものなのかは結論づけることができません。

MIMS チャンバーに H2S をパルス的に添加することにより、H2S をさまざまな安定した濃度 (下部に表示) に維持しました。数字は CH4 消費率を μmol CH4 · min-1 · g DW-1 で示します。 170 分で MIMS チャンバーは無酸素状態となり、CH4 の消費が停止しました。ソースデータはソースデータファイルとして提供されます。

MIMS チャンバー内の非適応細胞に H2S のみを投与した場合、高い初期 O2 消費率が測定されました。興味深いことに、これらの速度は数分以内に即座に約 15 倍減少し、安定した速度 10 ± 1 μmol O2 · min-1 · g DW-1 (40 ～ 80 μM H2S および <10 μM O2 で) になりました。この呼吸数の急速な低下は、硫化物感受性ターミナルオキシダーゼ (SSTO) が H2S の添加後に急速に不活化すること、および残りの低い呼吸数の原因となる少なくとも 1 種類の硫化物非感受性ターミナルオキシダーゼ (SITO) の存在を示しています。 SITO の最大反応速度 (10 ± 1 μmol O2 · min-1 · g DW-1) は、メタノール上でのこれらの非適応細胞の最大呼吸速度の 3% にすぎないため、制限されています (表 1)。 10 倍高い O2 濃度 (70 ～ 90 μM O2 および 30 ～ 80 μM H2S) では、残りの呼吸数が約 40% 増加しました (表 1)。これは、O2 が SSTO の活性部位をめぐって H2S と競合していることを示唆しています。 H2S阻害を軽減します。 SITO 活性はシアン化物に敏感で、1 mM シアン化カリウムでは呼吸数の 95% が阻害されました。硫化物適応細胞は、最大 O2 消費速度 53 ± 4 μmol O2 · min-1 · g DW-1 で H2S を酸化しました (表 1)。 40 ～ 80 μM H2S では SSTO が完全に阻害されると想定されているため、これらの値は SITO の速度を表しており、非適応細胞と比較して 5 倍以上高くなっています (表 1)。 H2S は主に元素硫黄 (S0) に変換され、H2S:O2 化学量論比 1:0.48 (±0.005; n = 3) が、H2S と O2 の消費量および目に見える S0 の生成を同時に定量した後に決定されました (補足図) .7b)。

MIMS チャンバー内で非阻害性の低濃度 (マイクロモル以下) で H2S の最大変換率を達成することは、その急速な消費によりさまざまな阻害が生じるため、実行することが困難でした。あるいは、最大 H2S 変換率は、デュアル H2S-CH4 ケモスタットで、出口濃度を監視しながら 1 日かけて硫化物負荷を 156 μmol H2S · min-1 · g DW-1 まで徐々に増加させることによって決定されました (表 1)。。後者は2から25 nmol・L-1に増加したため、液体濃度40 nM未満に留まり、pMMOに影響を及ぼさないと考えられました（MIMSインキュベーションによって測定）。それにもかかわらず、CH4 変換は約 40% 減少しましたが、数日間安定したままでした。同様の方法で、CH4 を取り外してケモスタットに H2S のみを与えた場合、同じ最大 H2S 変換率 156 μmol H2S · min-1 · g DW-1 が測定されました。この設定では呼吸が制限要因ではないため（表 1）、この速度は最大 H2S 変換速度と考えられます。これは、これらの硫化物適応セルで説明できる SITO 活性よりも 1.5 倍高く、SSTO によって可能になります。これらの低い硫化物濃度では部分的にしか阻害されませんでした。 60 ～ 80 μM O2 の存在下で MIMS チャンバー内の硫化物に適応した細胞についても同様の速度が測定されました (表 1)。したがって、低H2Sおよび/または高O2濃度では、SSTOは部分的にのみ阻害されるため、細胞は最高の硫化物変換率を示します。注目すべきことに、MIMS チャンバー内で測定された上記の最大 H2S 変換率は、硫化物適応セルの最大 CH4 変換率を上回りました (表 1)。

MIMSチャンバー内の非適応細胞による20〜40μM H2Sの呼吸中にメタノールを添加すると、H2S消費は直ちに停止しましたが（図3a）、総呼吸数は〜40％増加しました。対照的に、硫化物に適応した細胞（SITO活性が5倍高い）によるH2S酸化は、メタノールを添加した場合の速度の43％で継続しました（図3b）が、総呼吸数は約25％増加しました（補足図4））。したがって、メタノールと H2S は同時に呼吸され、同じ末端オキシダーゼをめぐって競合すると考えられます。メタノール呼吸中に硫化物適応細胞に硫化物（30μM）を添加すると、O2消費量は約3分の1に減少しました（補足図5）。残りの呼吸速度 (66 μmol O2 · min-1 · g DW-1) は、最大 (SITO 依存) H2S 呼吸速度 (53 ± 4 μmol O2 · min-1 · g DW-1) から予想されるよりも高かった。これは、少なくとも一部のメタノールがまだ呼吸されていることを示しており、これは硫化物の存在下で CO2 生成率が 20 ～ 30% で継続したという事実によって確認されました。対照的に、同じ H2S 濃度では、CH4 呼吸はほぼ完全に停止しました (図 2)。

a メタノール（最終濃度 0.4 mM）の添加後の非適応細胞による H2S 消費の停止。 b メタノール添加後の硫化物適応細胞による H2S 消費の阻害 (最終濃度 5 mM)。数字は消費率をμmol H2S · min-1 · g DW-1 で示します。黒い水平線は、H2S の酸化が O2 に依存していることを示すために、短時間の酸素欠乏を示しています。ソースデータはソースデータファイルとして提供されます。

H2 を消費する非適応細胞に H2S を添加すると、H2 消費率が 30% 減少しましたが、H2S 消費は H2 が完全に枯渇した後にのみ開始されました (図 4)。さらに、H2 がすべて枯渇した後では、H2 呼吸は H2S 呼吸よりも最大 2 倍高くなりました。同様に、20〜40μM H2SでのH2S酸化は、200μMギ酸（CHOOH）の添加により約80％減少しました（補足図6）が、総呼吸数は15％増加しました。 H2S は H2（またはメタノール）が枯渇した後にのみ酸化されるという観察（図 4）は、呼吸能力が限られているため、硫化物非感受性ターミナルオキシダーゼ（SITO）への競合電子伝達経路を示唆しています。興味深いことに、別の実験で1.2 mM H2Sが唯一のエネルギー源として約3時間かけて酸化され、O2の添加が停止された場合、H2Sは無酸素条件下で生成されました（補足図7）。おそらく、硫化物生成酵素が SolV 株によって使用され、これまでに生成された多硫化物および/または元素状硫黄 (S0) を還元していると考えられます。対照的に、無酸素条件下で多硫化物および/または元素硫黄の非存在下では H2 は消費されず、媒体中に存在する硫酸塩ではなくこれらの硫黄化合物が電子受容体として使用されたことを示しています。 H2 またはメタノールが電子供与体として存在する場合、H2S 生成は最大 13 μmol H2S · min-1 · g DW-1 まで刺激されました。

緑色の数字は、それぞれ H2S 添加前後の H2 消費率 (μmol · min-1 · g DW-1) を示します。赤い数字と線は、H2 枯渇後の H2S 消費率 (μmol · min-1 · g DW-1) を示します。ソースデータはソースデータファイルとして提供されます。

硫化物に適応した細胞による H2S 酸化反応速度は、MIMS よりも検出限界が低いガスクロマトグラフを使用して研究されました。 3.5μM H2Sおよび190μM O2から開始して、167〜223μmol H2S・min−1・g DW−1の速度で1μM H2Sまでほぼ直線的な減少が観察されました（図5a）。これらの速度は、MIMS チャンバーで 5 ～ 30 μM H2S および 60 ～ 80 μM O2 で測定された最大 H2S 変換速度よりわずかに高く (表 1)、これは、使用したインキュベーション中に存在するより高い O2 濃度と低い H2S 濃度によって説明できる可能性があります。 GC測定用。 O2 と H2S は硫化物感受性ターミナルオキシダーゼ (SSTO) をめぐって競合するため、H2S 濃度が低く、O2 濃度が高いと SSTO 阻害が軽減され、H2S 消費率が高くなります。 H2S 消費のミカエリス・メンテンモデリングにより、見かけの親和定数 Ks は 0.32 μM H2S となりました。しかし、1μM H2S未満のH2Sトレースは予測曲線に従わず、予測曲線をわずかに上回ったままでした（図5a）。 MIMSチャンバー内でO2消費が15〜20μMのH2S濃度でゼロまで追跡された場合、ミカエリス・メンテン反応速度論に従う0.14±0.01μM O2の見かけの親和定数Ksが決定されました（図5b）。 15μM H2Sの存在下では、O2の連続添加後に同一のO2消費速度が測定されたため、SITOは阻害されませんでした（補足図8）。これらの条件下で 1 種類のターミナルオキシダーゼのみが活性であり、H2S 変換が制限要因ではないと仮定すると、0.14 ± 0.01 μM O2 の Ks が硫化物非感受性ターミナルオキシダーゼの信頼できる値となる可能性があります。

ガスクロマトグラフィーによって測定されたH2S酸化。異なる青い影のひし形は生物学的複製を表します (n = 3)。 33分後に細胞を添加することにより反応を開始した。 b MIMS チャンバー内の光ファイバー酸素センサースポットを通じて測定された H2S 呼吸。黒い線は、ミカエリス・メンテン曲線のフィッティングを示します。０分で細胞を添加することにより反応を開始した。ソースデータはソースデータファイルとして提供されます。

M. fumariolicum SolV 細胞が H2S にどのように適応するかを評価するために、両方とも定常状態にあるデュアル H2S-CH4 ケモスタット (硫化物適応細胞) と CH4 ケモスタット (非適応細胞) から mRNA を抽出し、遺伝子発現を定量しました (表 2; 補足図 9; 補足データ 1)。スルフィド適応細胞では、オペロン MFUM_v2_0219-21 が約 1.7 倍上方制御されました。このオペロンの遺伝子には、それぞれ NAD(FAD) 依存性デヒドロゲナーゼ (MFUM_v2_0219)、硫黄キャリアタンパク質 TusA (MFUM_v2_0220) および推定上の硫黄キャリアタンパク質 DsrE2 (MFUM_v2_0221) と相同なタンパク質として注釈が付けられています。より詳細な調査により、MFUM_v2_0219 が III 型スルフィド:キノン酸化還元酵素 (SQR) をコードしていることが明らかになりました 44。遺伝子比較に基づくと、2 番目の遺伝子 (MFUM_v2_0138) は SQR をコードしている可能性がありますが、この遺伝子は H2S の存在下で大幅に上方制御されず、硫化物適応細胞では MFUM_v2_0219 よりもはるかに低い程度で転写されました (補足データ 1)。 2 つの遺伝子 (MFUM_v2_0873 および MFUM_v2_1149) は、元素硫黄を亜硫酸塩 (SO32-) に酸化すると推定される硫黄ジオキシゲナーゼをコードする可能性があります転写されました (補足データ 1)。さらに、遺伝子 MFUM_v2_0942 および MFUM_v2_0943 は 2 倍および 8 倍上方制御され (表 2)、それぞれ、Thiobacillus Novellus のシトクロム c タンパク質 SorB および亜硫酸:シトクロム c 酸化還元酵素 SorA をコードする遺伝子と高い類似性を示します 45。硫化物に適応した細胞では、推定上の硫黄ジオキシゲナーゼ (MFUM_v2_0873) が SQR (MFUM_v2_0219) と同程度に転写されました。ただし、MIMS チャンバーで定量された 1 H2S: 0.48 O2 (±0.005; n = 3) の化学量論に基づくと、元素硫黄および多硫化物の亜硫酸塩を介した硫酸塩への変換は、テスト条件下では小さな役割を果たしていると考えられます。さらに、H2S の酸化は、元素硫黄がさらに酸化されてチオ硫酸塩、亜硫酸塩、または硫酸塩になった場合に起こるであろう pH の低下を伴うことはありませんでした。オペロン MFUM_v2_1257-61 は、H2S の存在下で約 5 倍上方制御される ba3 型シトクロム c オキシダーゼをコードしており、これは硫化物適応細胞における 5 倍高い SITO 呼吸速度と一致します。興味深いことに、最も上方制御された遺伝子 (15 倍) は、機能不明の 89 kDa ヘプタヘムシトクロム c タンパク質 (MFUM_v2_1950) をコードしており、好熱性硫化物酸化剤で見られる遺伝子と最も高い類似性を示しています。 H2S の存在下では、硫黄含有代謝産物 (システイン、メチオニン、グルタチオンなど) の生成のための硫化物の生合成に関与する酵素をコードするいくつかの遺伝子が大幅にダウンレギュレートされました (表 2)。さらに、CH4 の酸化とその後の呼吸鎖における電子伝達に関与する遺伝子の下方制御が観察されました (表 2)。このダウンレギュレーションは、測定された最大メタン変換率および呼吸率の減少に応じています。

M. fumariolicum SolV が SQR を持っているという観察と、CH4 と H2S がさまざまな環境で共存するという事実は、メタノトローフ生物における SQR の存在を調査するきっかけとなりました。実際、推定上のSQRをコードする遺伝子は、湖、湿地、根圏、海洋堆積物、永久凍土、水田、下水処理場、アルカリソーダ湖、埋立地、地下水帯水層などのさまざまな環境のプロテオバクテリアのメタノトローフ菌にも広く普及しています（補足図10）。。 SQR はその構造に基づいて 6 つの異なるタイプに分類され、H2S に対する親和性と細胞内での生理学的役割が異なります 44。推定上の SQR は、クレノスリックス、メチロバクター、メチロカダム、メチロカプサ、メチロコッカス、メチロシスティス、メチロハロビウス、メチロマグナム、メチロマリン、メチロミクロビウム、メチロミクロビウム、メチロモナス、メチロプロファンダス、メチロシナスなど、pMMO および/または sMMO が存在するさまざまなプロテオバクテリア属で検出されました。メチロスピラ、メチロテリコラ、メチロテトラコッカス、メチロツビミクロビウムおよびメチロブルム（補足図10）。さらに、最近単離されたアルファプロテオバクテリア「メチロビルグラチオボランス」株 HY1 は、I 型 SQR40 をコードしています。対照的に、イボ微生物のメタノトローフは、細菌および古細菌の SQR を含むタイプ III SQR をコードする遺伝子を保有していますが、そのうち最も少ないものは知られていません 44。

この研究では、微生物がCH4とH2Sを同時に酸化できること、そしてメタノトローフがH2Sを唯一のエネルギー源としてCO2からバイオマスを生産できることを初めて示した。 H2S は呼吸と CH4 の酸化の両方を阻害するため、H2S の酸化が必要であることを示しました。細胞は、III 型スルフィド:キノン酸化還元酵素 (SQR) およびスルフィド非感受性 ba3 型ターミナルオキシダーゼ (SITO) をアップレギュレートすることにより、H2S の存在に応答しました。さらに、ゲノム情報および無数の環境におけるメタンと硫化物の同時発生によれば、このメカニズムは広範囲に広がっていると思われるメタノトローフ生物における H2S 解毒メカニズムの証拠を提供します。

メタノトロフィーに対する H2S の影響についてはほとんど知られていません。埋め立て地からサンプリングされたメタノトローフ共同体は、H2S46 の存在下でメタノトローフ活性の低下を示しました。さらに、Methylocaldum sp. による CH4 酸化。硫化物に富む嫌気性消化槽から単離された SAD2 は、0.1% H2S の存在下で有意に阻害されました (メタノール生成が 44 ～ 60% 減少) が、そのメカニズムは調査されていません 47,48。「メチロビルグラチオボランス」株 HY1A は、CH4 とともにさまざまな還元硫黄化合物を消費できることが最近示されましたが、CH4 と H2S の同時酸化は観察できませんでした 40。 HY1A 株が分離された泥炭地では、H2S 濃度は検出限界を下回っており、活発な H2S 解毒は必要ない可能性があることが示唆されています。対照的に、M. fumariolicum SolV およびその他のイボ微生物のメタノトローフが存在する地熱環境は、高濃度の H2S (<50 ppm ～ 20000 ppm) によって特徴付けられます 28,35,49。したがって、H2S を唯一のエネルギー源として CO2 を固定し、H2S を効率的に S2O に酸化する実証済みの能力は、このような過酷なシステムでは非常に有利である可能性があります。自然環境では複数の基質が共存していることを考慮すると、CH4、H2、H2S を同時に利用する混合栄養ライフスタイルがより有益であると予想されます 32,50。

H2S は銅や鉄などの金属に結合することが知られており、銅依存性 pMMO の CH4 酸化能力や O21、4、5、6、51、52 の還元に関与する末端オキシダーゼの阻害につながる可能性があります。興味深いことに、「メチロビルグラチオボランス」株 HY1A は鉄依存性 sMMO40 のみをコードしますが、M. fumariolicum SolV は 3 つの銅依存性 pMMO をコードします16。前者の菌株は H2S と CH4 を同時に酸化しませんが、後者はメタノトロフィーの阻害を軽減するための急速な H2S 解毒システムを備えています。したがって、ある種のメタンモノオキシゲナーゼが H2S によって阻害される程度は、H2S 解毒システムの必要性に影響を与える可能性があります。 M. fumariolicum SolV では、III 型 SQR をコードする遺伝子が H2S の存在下で上方制御されていたため、我々は、この酵素が観察された H2S の元素硫黄への酸化の原因であると提案します。実際、III 型 SQR は、いくつかの古細菌や細菌において H2S の酸化とキノンの還元を結びつけることが示されています 53,54。疣贅微生物のメタノトローフ菌では、aa3 型、ba3 型、および cbb3 型の 3 つの異なるタイプのターミナルオキシダーゼが見つかります16。複数の種類のターミナルオキシダーゼを保有することで、分岐した電子伝達鎖が可能になり、条件が変動し、基質や酸素の利用可能性が変化する環境において非常に有利になります。呼吸研究を通じて、M. fumariolicum SolV が 1 つ以上の硫化物感受性ターミナルオキシダーゼ (SSTO) と少なくとも 1 つの硫化物非感受性ターミナルオキシダーゼ (SITO) を保有していることを示しました。 ba3 型ターミナルオキシダーゼは、高 H2S 負荷で増殖する細胞において強く上方制御されるため、我々は、この特定の酵素複合体がイボ微生物のメタノトローフにおける専用の SITO であると提案します。同様に、硫黄で成長したアシディチオバチルスフェロオキシダンスの細胞では、この ba3 型オキシダーゼが上方制御されていました 55。 M. fumariolicum SolV で高度に上方制御されているヘプタヘムシトクロム c タンパク質 (MFUM_v2_1950) は、SQR から電子伝達系への電子伝達体として関与している可能性があります。この推定上の電子伝達体は、硫化物に適応した細胞ではメタノールを添加しても H2S 呼吸が部分的に継続し、非適応細胞では継続しない理由を説明できる可能性がある。後者では、この推定上のヘプタヘム電子伝達体の欠如が H2S 呼吸の制限因子である可能性があり、メタノールから末端オキシダーゼへの電子伝達を媒介する比較的大量の電子伝達体 XoxGJ によって制限されます 56。対照的に、非適応細胞では、XoxGJおよび推定上のヘプタヘム電子伝達体をコードする遺伝子の転写産物の比は、硫化物適応細胞の1.2と比較して27.6である。したがって、ヘプタヘム電子伝達体をコードする遺伝子の上方制御により、同じ末端オキシダーゼを使用して、メタノール酸化と同時に硫化物呼吸が起こる可能性がある。 H2S は SSTO と pMMO によって触媒される反応の両方を妨げます。10 μM H2S では CH4 の変換はほぼ完全に不活性化されましたが、メタノール、ギ酸塩、および H2 の変換は依然として進行することができました。最大 H2S 負荷 156 μmol H2S · min-1 · g DW-1 (液体濃度 <40 nM) でケモスタット内で観察された CH4 変換の減少は、メタン変換阻害研究から予想される以上のものであり、次のことを示している可能性があります。呼吸鎖の大部分は H2S 酸化によって生成される電子に使用され、その結果 Q プールが過剰に還元され、代替錯体 III (ACIII) の適切な機能が妨げられます。 H2S の酸化は、この分子を低い非阻害濃度に保つために必要です。したがって、この酸化によって放出された電子は電子伝達系によって処理される必要があり、H2S や CH4 などの複数の化合物の同時酸化中に基質の競合が発生します。同様に、Rhodobacter capsulatus の過剰な SQR がキノンプールの過剰減少につながる可能性があることが提案されました 57。上方制御された ba3 型オキシダーゼは、キノールを酸化し、末端電子受容体 O2 を還元することにより、この問題を軽減する可能性があります。 Aquifex aeolicus では、関連する ba3 型オキシダーゼが SQR58 との超複合体で見つかりました。この末端オキシダーゼは、還元されたシトクロム c だけでなく、ユビキノールも直接酸化することが示されました 59。 SolV 株では、高度に上方制御されたヘプタヘムタンパク質が、キノン受容性 ACIII と ba3 型オキシダーゼ間の専用の電子シャトルとして重要な役割を果たしている可能性があります。異なる末端オキシダーゼを備えた分岐電子伝達鎖により、代謝の多様性と適応が可能になります。例えば、大腸菌は増殖中にプロトンポンピングの bo3 型オキシダーゼを使用しますが、H2S60 の存在下で増殖を続けるには硫化物非感受性の bd 型オキシダーゼを必要とします。興味深いことに、元素硫黄をさらに酸化する硫黄ジオキシゲナーゼ (MFUM_v2_0873 および MFUM_v2_1149) をコードする可能性のある 2 つの遺伝子が存在します。しかし、1 H2S 対 0.48 O2 の化学量論の測定値、元素硫黄の生成、および酸生成の欠如は、H2S が大幅に酸化されないことを明らかに示しています。メタノトローフ菌が H2S をさらに亜硫酸塩と硫酸塩に酸化できるかどうかはまだ調査されていません。

M. fumariolicum SolV の細胞は、1 μM H2S 未満では低い見かけの親和性定数 (すなわち、高い親和性) で H2S を急速に酸化することが示されました。 H2S はこのような低濃度ですでにメタノトロフィーを阻害しているため、観察された反応速度値は驚くべきことではありません。 H2S消費量が典型的なミカエリス・メンテン曲線に従わないため、ガスクロマトグラフィーでは細胞全体の正確な見かけの親和性定数を決定できませんでした。約 1 μM を超える H2S 酸化に対する呼吸能力の制限により、このような逸脱が説明される可能性があり、SQR の精製によって解決できる可能性があります。 M. fumariolicum SolV が H2 またはメタノールの存在下で元素硫黄または多硫化物を H2S に還元するという観察は興味深いものです。チオ硫酸塩上で増殖した「メチロビルグラチオボランス」株 HY1A は、スルフヒドロゲナーゼ活性を持つことが知られているタンパク質に似た酵素をますます生産しました 40。興味深いことに、この酵素は、CO2 固定のための NAD(P)H の生成に関与すると考えられている M. fumariolicum SolV のグループ 3b [NiFe] ヒドロゲナーゼとクラスターを形成します 50。実際、これらのヒドロゲナーゼはスルフヒドロゲナーゼ活性を有する可能性があり、これが還元等価物を処理するメカニズムである可能性があると提案されています 61,62。したがって、M. fumariolicum SolV のグループ 3b [NiFe] ヒドロゲナーゼは、S0 から H2S への変換に関与している可能性があります。ケモスタットでの培養は、メタノトローフの代謝を調査するための非常に強力なツールであることが再び判明しました 41,63。適応を通じて、M. fumariolicum SolV は非適応細胞より 5 倍高い速度で H2S を呼吸することができました。これはおそらく SQR と ba3 型末端オキシダーゼの上方制御によるものと考えられます。

地熱環境で繁殖するイボ微生物のメタノトローフは、H2S に対処する明確なメカニズムを備えています。したがって、SQR と硫化物非感受性ターミナルオキシダーゼは、これらのメタノトローフ生物が H2S が豊富な環境で繁殖できるようにする可能性があります。実際、パイロシーケンスにより、メチルアシジミクロビウム関連の 16 S rRNA 遺伝子配列が、CH4 と H2S64 が豊富なコンクリート下水管の頂部に豊富に存在することが示されました。プロテオバクテリアのメタノトローフに関しては、H2S の影響についてはさらなる調査が必要です。好気性メタノトローフはH2Sが多く存在する環境に生息しているため、H2S解毒のメカニズムはさまざまな環境のメタノトローフに広く普及していると考えられます。

この研究で使用されたメチルアシディフィラム・フマリオリクム SolV は、イタリアのナポリ近郊のソルファターラの泥壺から分離されました 28。この株のゲノムは公開されており、Genscope [https://mage.genscope.cns.fr/microscope/mage/viewer.php?O_id=1176] および EMBL/NCBI (BioProject PRJEA85607; accession) でアクセスできます。 ERS14853105）。この環境は、大量の硫化物の排出、高温、極度に低い pH 値が特徴です。増殖培地は、0.2 mM MgCl2、0.2 mM CaCl2、1 mM Na2SO4、2 mM K2SO4、7.5 mM (NH4)2SO4、および 1 mM NaH2PO4 と、最終濃度 1 μM NiCl2、1 μM CoCl2、1 μM MoO4Na2 の微量元素で構成されました。、1 μM ZnSO4、1 μM CeCl3、5 μM MnCl2、5 μM FeSO4、10 μM CuSO4、および 40 ～ 50 μM ニトリロ三酢酸 (NTA)。細胞は、前述のとおり 65、pH を 2.5 ～ 3.0 に調節し、小型の 400 mL ケモスタットを上記の培地とともに使用し、H2 を補充しなかったことを除き、前述したように 55 °C でメタン制限連続培養として増殖させました。酸素濃度は空気飽和度 1% に調整されました。さらに、2 番目のケモスタットも同様の条件で操作されましたが、追加のガス入口を通じて H2S が追加されました (補足図 1)。 H2S は、50 mL ボトル内で 100 mM の無酸素 Na2S と 210 mM HCl を蠕動ポンプで混合することによって生成されました。反応器へのアルゴン/CO2 (95%/5%, v/v) ガス流は、このボトルを通して導かれました。ケモスタットの最大 H2S 変換率を決定するために、蠕動ポンプを調節して細胞を徐々に高濃度の H2S に曝露しました。ガス入口とガス出口の H2S 濃度は、ガスクロマトグラフィー (サブセクション: バッチインキュベーションとガスクロマトグラフィーで説明) を使用して測定されました。 H2S はガス入口から供給されるため、液相に移す必要があるため、液体 H2S 濃度は平衡濃度に近いか、それより低くなります。55 °C では、ガス濃度の 1.6 倍になります (オストワルド法から計算)。 55℃での係数)66. さらに、M. fumariolicum SolV が H2S を唯一のエネルギー源として増殖できるかどうかを観察するために、ケモスタットシステムと同じ設定で流加培養を操作しました。この場合、媒体の流れを停止し、アルゴン/CO2 ガスをアルゴンのみのガス流に変更しました。同時に、同量の 13 C 標識重炭酸塩溶液 (50 mM) と HCl 溶液 (100 mM) を硫化物混合ボトルに追加して、約 2% の 13 C-CO2 ガス濃度を作り出しました。流加培養からのバイオマスサンプル 5 mL を数日間かけて遠心分離によって収集し、ペレットを酸性化水 (pH 3) で洗浄しました。次にペレットを少量の酸性水に再懸濁し、続いてサンプルをピペットで錫カップに移し、真空下 70 °C で一晩乾燥させました。バイオマスへの 13CO2 の取り込みは、前述したように、Finnigan DeltaPlus 同位体比質量分析計 (IR-MS) を使用して 13/12C 比を測定することによって評価されました 42。

溶存ガスを正確に測定するために、30 mL MIMS チャンバーを使用したことを除いて、前述したように膜入口質量分析 (MIMS) を実行しました 65。すべての速度は 52 °C で測定されました。挿入されたプローブは、直径 1 mm の穴が 4 ～ 16 個開けられた鈍端ステンレス鋼管 (直径 3 mm) で構成されていました。穴はシリコンチューブ（Silastic、50VMQ Q7-4750 Dow Corning、VWR international経由でFreudenberg Medicalから供給、外径1.96 mm x 内径1.47 mm）で覆われました。取り付けを容易にするために、シリコンチューブをヘキサンに短時間浸しました。ヘキサンによりシリコンが膨張します。金属部分を潤滑剤としてイソプロパノールで湿らせた。プローブは、1/8 または 1/16 インチのステンレス鋼チューブを介して、40 μA の放出電流で動作する MS に直接接続されました。チャンバーに加えられた培養物の pH と等しい pH の培地 (pH 2.5 ～ 3.0) を、最初にアルゴンガス中の 3% CO2 でフラッシュし、その後、純酸素ガスまたは空気をチャンバー経由で添加することにより、酸素濃度を所望の値に調整しました。ヘッドスペース。質量 15 と 16 は両方とも質量分析計における CH4 の主な質量ですが、質量 15 は質量 16 よりもバックグラウンド信号がはるかに低いため、CH4 の測定に選択されました。メタンと水素 (質量 2) をヘッドスペースにガスとして、またはキャリブレーションの場合は飽和原液から添加しました。これらのストック溶液は、室温の水と既知の圧力の純粋なガスのヘッドスペースを備えた密閉ボトル内で調製されました。水への溶解度については、メタンと水素についてそれぞれ 1.47 mM と 0.80 mM が測定されました (22 °C、1 bar で)66。 CO2 生成速度を測定する場合は、アルゴンでフラッシュした後、13C-重炭酸塩と等モル量の硫酸を添加しました。このようにして、同時に起こる CO2 固定は主に 13C 標識 CO2 (質量 45) から行われ、CO2 生成の測定への干渉が少なくなります。当初、未標識 CO2 (質量 44) は非常に低く、その増加はほぼ独占的に未標識メタンまたはメタノールからの CO2 生成を反映していました。

H2S 酸化の化学量論は、濃度を 1 ～ 20 μM H2S および 0 ～ 5 μM O2 に低く保つために、硫化物原液と O2 (シリンジで小さな気泡として) をパルス状に添加することによって決定されました。合計 0.7 ～ 1.4 mM の Na2S を 1.5 ～ 3 時間かけて添加しました。この実験中、pH 変化を 0.2 単位以内に制限するために、等モル量の 200 mM 硫酸ストック溶液を同時に添加しました。チャンバーの内側に接着された光ファイバー酸素センサースポット (TROXSP5、PyroScience、アーヘン、ドイツ) を使用して、MIMS チャンバー内の酸素濃度を同時に測定しました。これらのスポットは、約 20 nM までの酸素を測定できましたが、これは MIMS の質量 32 信号で測定できるよりもはるかに低い値です。

硫化物適応細胞による H2S 酸化の速度論的パラメータを決定するために、微量元素を含まない 10 mL 培地を含む 120 mL 血清ボトル中でバッチインキュベーションを実行しました。非生物的硫化物の酸化の影響を最小限に抑えるために、微量元素は省略されました。ボトルをブチルゴム栓で密閉した。インキュベーションは 55 °C および 350 rpm で実行されました。 H2Sは、密閉瓶内でNa2SとHClを混合することによって調製されました。一定量のヘッドスペースを採取し、120 mL 血清ボトルに注入し、細胞を添加してアッセイを開始する前に 30 分間平衡させました。 H2S は、Carbopack BHT100 ガラスカラム (2 m、ID 2 mm) および炎光光度検出器（FPD）。得られた面積は、H2S による校正標準曲線を使用して H2S 量を計算するために使用されました。簡単に説明すると、25 mM Na2S ストック (硫化ナトリウム九水和物、純度 >98%、Sigma-Aldrich) 400 μL を 574 mL ボトル内で 2 mL 0.5 M HCl で酸性化し、17.4 nmol · mL-1 のヘッドスペース濃度を作成しました。続いて、少量のヘッドスペースを 1162 mL ボトルに追加して、キャリブレーションのために GC に注入するさまざまな H2S 濃度 (0.1 mL) を作成しました。検量線の範囲は、~1 nmol・L-1 から 1 μmol・L-1 H2S でした。

各複製について、ケモスタットから 10 mL をサンプリングし、細胞を 15,000 × g で 3 分間直ちにペレット化し、液体窒素中で瞬間凍結し、-80 °C で保存しました。細胞は定常状態の培養物から採取されました。これは、少なくとも 5 回のリアクター容積変化にわたる一定のパラメーターに相当します。全 RNA は、細菌用 RiboPure™ RNA 精製キット (Thermo Fisher Scientific、米国マサチューセッツ州ウォルサム) を製造業者のプロトコールに従って使用して単離しました。メーカーのプロトコールに従って、MICROBExpress™ 細菌 mRNA 濃縮キット (Thermo Fisher Scientific) を使用して、mRNA を濃縮するために全 RNA サンプルからリボソーム RNA を除去しました。 Qubit™ RNA HS アッセイキット (Thermo Fisher Scientific) および Agilent RNA 6000 Nano キット (Agilent Technologies、Waldbronn、ドイツ) とプロトコルを、抽出されたトータル RNA と濃縮 mRNA の定量的および定性分析に使用しました。後者は、製造業者のプロトコールに従って、TruSeq Stranded mRNA Reference Guide (Illumina、San Diego、CA、USA) を使用してライブラリーを調製するために使用されました。合成された cDNA の定量的および定性的評価には、Qubit™ dsDNA HS キット (Thermo Fisher Scientific) および Agilent High Sensitivity DNA キット (Agilent Technologies) とプロトコルを使用しました。 FastQC67 を使用してトランスクリプトームリードの品質をチェックし、その後各リードの 5' 末端の 10 塩基対と 3' 末端の 5 塩基対をトリミングしました。 Bowtie269 を使用して、リードを M. fumariolicum SolV 完全ゲノム (アクセッション番号 LM997411)68 に対してマッピングしました。残りの分析と画像の生成は、R 環境 70 のバージョン 4.0.2 で実行されました。遺伝子ごとのマップされたリード数は Rsubread71 を使用して決定され、倍数変化と分散は DEseq272 を使用して推定されました。統計を行う前に、各サンプルの分散による上位 1000 個の遺伝子の主成分分析を実行して、同じ条件内のサンプルが同じ条件の各サンプル部分に類似しているかどうか、および他のサンプルと類似していないかどうかを確認しました。差次的発現については、DEseq2 によって Wald 検定が使用され、調整された p 値が計算されました。ベース平均が 4 を超え、log2 倍の変化が [0.58] を超え、調整された p 値が 0.05 以下の場合、カウントの差は有意であると見なされます。サンプル間の比較を容易にするために、TPM (Transcripts Per Kilobase Million) 値が計算されました。

培養物の総有機炭素 (TOC) 濃度は、TOC-L CPH/CPN 分析装置 (Shimadzu、デュイスブルク、ドイツ) を使用して測定しました。サンプルは測定前に Milli-Q 水で 3 倍に希釈し、その後撹拌しながらオゾンを 20 分間スパージして液体から CO2 を除去しました。サンプルの pH が低いため、溶液の酸性化は必要ありませんでした。 600 nm で測定した光学密度 1 は、1 リットルあたり約 450 mg の乾燥重量 (DW) に相当します。

メチロコッカス目（ガンマプロテオバクテリア）およびメチルアシジフィラ目（ヴェルコミクロビア）、メチロシスタセエ科およびベイジェリンキア科（アルファプロテオバクテリア）、およびメチロミラビリス属からの既知のメチロトローフの利用可能なすべてのゲノム配列が、NCBI データベースから検索されました。メタンコッカス・カプスラトゥス由来の PmoA (SwissProt アクセッション Q607G3) およびメチロシヌス・アシドフィルス由来の sMMO (NCBI アクセッション AAY83388.1) のアミノ酸配列を、e 値閾値 10-3 および %-id 閾値 > でブラストすることによって、メタノトローフ生物のゲノムを選択しました。 30%。その後、以前の研究で定義された各 SQR サブタイプの代表的な配列をブラストすることにより、メタンモノオキシゲナーゼ配列を含むゲノムをマイニングして推定 SQR 配列を求めました 44: タイプ I、WP_010961392.1。タイプ II、WP_011001489.1; タイプ III、WP_009059890.1; タイプ IV、WP_011372252.1; タイプ V、WP_012502121.1; タイプ VI、WP_011439951.1。推定 SQR 配列は、デフォルト設定で Muscle 3.8.155173 を使用して 44 の系統樹内の配列と整列されました。 500 回のブートストラップ反復による最尤系統樹は、RAxML 8.2.1074 を使用し、高速ブートストラップオプションと LG アミノ酸置換モデルを使用して構築されました 75。最終的なツリーは MEGA7 を使用して視覚化し、フラボシトクロム c 硫化デヒドロゲナーゼ (FCSD) 配列のクレードをアウトグループとして使用しました。

研究デザインの詳細については、この記事にリンクされている Nature Portfolio Reporting Summary を参照してください。

この研究の RNA 配列データは、アクセッション番号 PRJNA766544 で NCBI データベースに寄託されています。メチルアシディフィラム・フマリオリカム SolV のゲノムは、アクセッション番号 ERS14853105 で NCBI データベースに寄託されています。補足データ 1 およびソースデータファイルは、figshare (https://doi.org/10.6084/m9.figshare.22779005) からも入手できます。ソースデータはこのペーパーに付属しています。

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RAS、SSM、TB、および HJMOdC は欧州研究評議会 (ERC Advanced Grant project VOLCANO 669371) の支援を受け、MSMJ は欧州研究評議会 (ERC Advanced Grant project EcoMoM 339880) の支援を受け、WV はオランダ科学機構の支援を受けました。研究 (NWO) 助成金 VI.Vidi.192.001 および SHP は、オランダ科学研究機構 (NWO) 助成金 ALWOP.308 によって支援されました。有意義な議論をしていただいたマリアンヌ・ギラル博士とフラウケ・バイマン博士（CNRS、エクス・マルセイユ大学、マルセイユ、フランス）に感謝いたします。 LABGeM（CEA/ジェノスコープおよびCNRS UMR8030）、フランス・ジェノミックおよびフランス・バイオインフォマティクス研究所の国家インフラ（国立ルシェルシュ庁が管理するInvestissement d'Avenirプログラムの一環として資金提供されており、契約ANR-10-INBS-09およびANR-11） -INBS-0013) は、MicroScope アノテーションプラットフォーム内でのサポートが認められています。

ロブ・A・シュミッツ

現在の住所: Institute of Biogeochemistry and Pollutant Dynamics,Department of Environmental System Science, ETH Zurich, 8092, Zurich, Switzerland

ラドバウド大学微生物環境科学ラドバウド研究所、微生物学部、Heyendaalseweg 135、6525AJ、ナイメーヘン、オランダ

ロブ・A・シュミッツ、スタイン・H・ピータース、セパール・S・モハマディ、トム・バーベン、ティモ・ファン・エルヴェン、カルメン・A・ヨシフ、テオ・ファン・アレン、ウター・フェルサントフォールト、マイク・SM・ジェッテン、フーブ・JM・オプ・デン・キャンプ、アルジャン・ポル

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RAS、SSM、AP、および HJMOdC がプロジェクトと実験を設計しました。 RAS、SSM、TvE、CAI、TvA、WV、AP が実験を実施しました。結核は系統解析を実施した。 RAS、SHP、SSM、TvE、CAI、AP がデータ分析を実行しました。 RAS、MSMJ、HJMOdC、AP が原稿を執筆しました。 RAS、MSMJ、HJMOdC、AP が研究を監督しました。

Huub JM Op den Camp への対応。

著者らは競合する利害関係を宣言していません。

Nature Communications は、この研究の査読に貢献してくれたクリスチャン・ダールと他の匿名の査読者に感謝します。査読ファイルが利用可能です。

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転載と許可

Schmitz、RA、Peeters、SH、Mohammadi、SS 他。極限環境微生物による硫化物とメタンの同時酸化。 Nat Commun 14、2974 (2023)。 https://doi.org/10.1038/s41467-023-38699-9

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受信日: 2023 年 1 月 4 日

受理日: 2023 年 5 月 11 日

公開日: 2023 年 5 月 23 日

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-38699-9

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